Actualizado 17 noviembre 2022
Definición
Los BAAR (Bacilos acido-alcohol resistentes) son micobacterias que pueden visualizarse en un microscopio óptico después de someterse a un método de tinción específico. Son bacilos aerobios, inmóviles, y pueden adoptar formas ligeramente curvas o rectas.
Introducción
Tienen la característica de ser resistentes a los ácidos (debido a su pared celular hidrofóbica), y se pueden dividir en:
- Los que forman parte del complejo Mycobacterium tuberculosis, que son los patógenos causantes de la tuberculosis humana (Mycobacterium tuberculosis, Mycobacterium bovis, Mycobacterium africanum, etc).
- Los pertenecientes al grupo conocido como Micobacterias no tuberculosas, como Mycobacterium leprae (agente etiológico de la lepra), Mycobacterium avium Complex, Mycobacterium kansasii, Mycobacterium marinum, Mycobacterium szulgai, etc.
Existen algunos métodos de tinción disponibles para micobacterias (ej. Ziehl-Neelsen, Kinyoum, Auramina-Rodamina, Auramina-O), entre los cuales el más conocido y utilizado es el método de Ziehl-Neelsen (a pesar de no ser el más sensible). Este método es capaz de dividir las bacterias en dos grandes grupos: Ácido-alcohol resistente y no ácido-alcohol resistente.
El esputo es el material más común, ya que es fácil y rápido de obtener, pero este método de tinción se puede utilizar en otros tipos de materiales biológicos, como: Otras secreciones respiratorias (ej. lavado broncoalveolar, aspirado traqueal), abscesos, contenido gástrico, sangre, orina, líquido cefalorraquídeo, heces, líquido pleural, líquido pericárdico, líquido peritoneal, material de los ganglios linfáticos, nervios periféricos, médula ósea, etc.
Para el diagnóstico de lepra, se puede usar material de lesiones cutáneas, linfa, moco nasal. En este caso se pueden encontrar bacilos acido-alcohol resistentes aislados y agrupados.
Existen métodos que se utilizan para la descontaminación y concentración del material (ej. N-acetil-L-cisteína, hidróxido de sodio), que aumentan la sensibilidad de la bacterioscopia y el cultivo.
Técnicas como cultivo y test de sensibilidad para micobacterias (el bacilo de Hansen aún no se puede obtener en medios de cultivo), histopatología, pruebas moleculares y fenotípicas también están disponibles para ayudar al diagnóstico.
Método de Ziehl-Neelsen
- Se realiza un frotis del material en un portaobjetos de vidrio para microscopía, con posterior fijación con calor.
- Se agrega fucsina de Ziehl (tinte rojizo) al portaobjetos, calentando hasta que se emitan vapores repetidamente durante 5 minutos (se debe tener cuidado de no hervir el tinte). En esta etapa todas las bacterias presentes en la muestra se tiñen de rojo.
- Se lava el material, luego se le agrega sustancia para decoloración (solución de ácido clorhídrico al 3% en alcohol etílico) y luego se lava el portaobjetos. Ahora bien, las bacterias resistentes al acido-alcohol permanecen rojas (ya que resisten la decoloración), mientras que las demás no retienen el tinte, volviéndose incoloras.
- Se agrega una solución de azul de metileno (colorante azulado) al portaobjetos durante 3 minutos. En esta fase, las bacterias que antes eran incoloras (no resistentes al alcohol y a los ácidos) se tiñen de azul.
- El material se lava, con posterior secado. En un objetivo de gran aumento (1.000X) bajo inmersión en aceite, se observa el portaobjetos buscando bacilos rojizos, ligeramente curvados, de 0.2 a 0.6 micrómetros de ancho y 1 a 10 micrómetros de largo, que muestran como bandas, perlas o filamentos.
Solicitud
Indicaciones:
- Diagnóstico de tuberculosis, lepra y otras micobacterias no tuberculosas.
- Seguimiento del tratamiento y su eficacia.
- Evaluación de la farmacorresistencia.
Cómo solicitar: BAAR (especificar la indicación y el material sobre la que se realizará el examen).
Pautas para la recolección de la muestra
- No es necesario el ayuno por parte del paciente.
- Esputo: Quitar prótesis dentales (si las hay), lavarse la boca abundantemente y hacer gárgaras con agua antes de la recolección, inhale profundamente y tosa varias veces, de modo que el material recolectado provenga de las vías respiratorias inferiores, evitar recolectar material salival, recoger dos muestras, en días consecutivos, preferiblemente por la mañana, antes del desayuno.
- Importante: Para otros materiales, comuníquese con el laboratorio clínico para obtener información específica.
- Frasco de recolección : Vial estéril, con tapa.
- Material: Esputo, esputo inducido, lavado bronco-alveolar, aspirado traqueal, contenido gástrico, sangre, orina, líquido cefalorraquídeo, heces, líquido pleural, líquido pericárdico, líquido peritoneal, material de ganglio linfático, nervios periféricos, médula ósea, material de lesiones cutáneas, linfa, mucosidad nasal, absceso, semen, etc.
- Volumen recomendado: 5-10 mL.
Valores de referencia
Bacterioscopia negativo: Ausencia de BAAR en 100 cme (campos microscópicos examinados).
- Informe para bacterioscopia BAAR (número de bacilos por campo, en 100, 50 o 20 campos microscópicos examinados):
- Bacterioscopia negativa: Ausencia de BAAR en 100 cme.
- Bacterioscopia +: Menos de 1 BAAR por campo en 100 cme.
- Bacterioscopia ++: De 1-10 BAAR por campo en 50 cme.
- Bacterioscopia +++: Más de 10 BAAR por campo en 20 cme.
Limitaciones
- Existen métodos de tinción más sensibles que Ziehl-Neelsen, como auramina-rodamina y auramina-O.
- A pesar de tener una alta especificidad, el método Ziehl-Neelsen tiene una sensibilidad relativamente baja (25% a 75%).
- Un resultado negativo no excluye definitivamente la posibilidad de infección.
- Los métodos moleculares basados en PCR (por ejemplo, Xpert MTB/RIF) son más precisos que la microscopía de frotis de esputo, además de detectar de forma concomitante una posible resistencia a la rifampicina.
- Requiere altas concentraciones de bacilos en el esputo para su detección al microscopio.
- En general, la observación de BAAR bajo un microscopio óptico no permite la identificación a nivel de especie.
- El diagnóstico definitivo de tuberculosis se realiza con el crecimiento de la bacteria en medios de cultivo específicos (ej. Lowenstein-Jensen, Ogawa-Kudoh), seguido de la confirmación de la especie mediante pruebas bioquímicas o moleculares.
- Los individuos con lesiones cavitarias pulmonares tienen más probabilidad de tener esputo positivo que aquellos sin cavitaciones.
- Los resultados falsos positivos (esputo positivo y cultivo negativo) pueden ocurrir por contaminación cruzada, organismos no viables, individuos en tratamiento, destrucción de micobacterias, bacterias contaminantes, entre otros.
- Las diferencias en la calidad de los colorantes, el material de recolección, factores como el tipo de muestra, así como la experiencia del observador influyen en la sensibilidad de la prueba.
(Ver – Adenosina deaminasa ADA)
Referencias bibliográficas
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