Rutina de detección de focos infecciosos

Actualizado 23 junio 2023

Hemocultivo

Indicaciones:

  • Fiebre de origen desconocido.
  • Endocarditis infecciosa.
  • Infección del torrente sanguíneo relacionada con el catéter vascular.
  • Infecciones del tracto biliar.
  • Infecciones en trasplantados y en otros pacientes con inmunosupresión.
  • Infección quirúrgica de sitio profundo y/o sepsis.
  • Neutropenia febril.
  • Osteomielitis aguda.
  • Pielonefritis con criterios de ingreso hospitalario.
  • Neumonía adquirida en la comunidad con criterios de ingreso hospitalario.
  • Neumonía hospitalaria.

Ausencia de indicación:

  • Infecciones de la piel sin compromiso sistémico.
  • Neumonía comunitaria sin criterios de ingreso hospitalario.

Microorganismos frecuentemente aislados en hemocultivos:

  • Estafilococos coagulasa negativos.
  • Corynebacterium sp.
  • Bacillus sp (excepto B. anthracis).
  • Clostridium perfringens.
  • Propionibacterium acnes.

Técnica:

  • Las muestras por venopunción y catéter deben ser recolectadas simultáneamente y enviadas inmediatamente al laboratorio, con la debida identificación, dentro de las 4 horas.
  • Informar en la solicitud de examen para bacteriología si el paciente está usando antibióticos o antifúngicos, si usa sonda vesical y cuál es la sospecha clínica.
  • El tiempo de recolección debe especificarse en los viales y en la solicitud de hemocultivo, así como la ruta de recolección (el color de la ruta del catéter o línea arterial).
  • No se recomienda cambiar las agujas para inocular viales.
  • Al recolectar otras pruebas además del hemocultivo, primero coloque la sangre en el frasco de hemocultivo y no use heparina en la jeringa.
  • Desinfecte sus manos.
  • Identificar la vena, con preferencia por los sitios con menor colonización cutánea (dorso de las manos y pliegue cubital).
  • Desinfección de la tapa del vial de hemocultivo con alcohol antiséptico al 70%.
  • Colóquese los guantes de procedimiento.
  • Limpiar la piel con una solución detergente de Clorhexidina o PVP-I; en este último, eliminar el exceso de yodo con una gasa seca.
  • Realizar antisepsia local con solución alcohólica de Clorhexidina al 2% o PVP-I alcohólica y esperar un minuto. Aplicar el antiséptico con movimientos rectos y unidireccionales.
  • Después de la antisepsia, no palpar el área de punción.

Material de absceso
  • Recolección indicada siempre que sea posible.
  • Limpiar la superficie con SF al 0.9% y realizar antisepsia con alcohol al 70%.
  • Para anestesia: Lidocaína al 2%, infiltrada con jeringa de 1 mL.
  • Prepare una jeringa de 3 ml (o más) para la aspiración.
  • Si es necesario: inyectar 1 mL de SF antes de la aspiración (facilita la recolección).
  • Si está indicado el hisopo: Limpie la lesión con SF antes de la recolección.
  • Use un frasco estéril para almacenar el material.

Comentarios:

  • En el caso de úlceras por presión/pie diabético, realizar desbridamiento para retirar la capa superficial.
  • Colocar el material humedecido con gotas de SF al 0.9% en un frasco estéril.

Líquido cefalorraquídeo
  • Recolección de cinco viales (estériles) de 1 mL:
    • Cultivo para bacterias, hongos y micobacterias.
    • Citometría.
    • Bioquímica.
  • Enviar en hasta 15 minutos al laboratorio.

Secreción ocular
  • Hisopo humedecido con SF al 0.9% mediante la técnica de rolado.
  • Tome un hisopado en cada ojo.
  • Inocular en un frasco con agar chocolate y extender en un portaobjetos para examen directo.
  • En caso de endoftalmitis, después de la aspiración del material, inocularlo en agar chocolate.

Líquido ascítico

Equipo necesario:

  • Cateter intravenoso 14.
  • Jeringas de 10 o 20 ml.
  • Campo estéril.
  • Guantes estériles.
  • Pinzas para cirugía menor.
  • Viales de vidrio estériles.
  • Colector de vidrio o plástico.
  • Equipo de suero.
  • Clorhidrato de lidocaína al 2% sin vasoconstrictor.
  • Sustancias para asepsia y antisepsia.

Recolecta de 1 a 10 ml para cultivo (la inoculación en frascos de hemocultivo aumenta el rendimiento diagnóstico).

Si sospecha PBE:

  • Citología (común y oncótica).
  • Citometría.
  • Albúmina.
  • Bioquímica (glucosa, pH, proteínas totales, LDH, ADA).

Estas medidas/precauciones pueden aplicarse a otro tipo de líquidos (sinovial, pleural, pericárdico y articular). En el caso de la bilis conservar en refrigeración a 4°C.


Heces
  • Recoger en un frasco estéril.
  • Según lo indicado, solicitar hasta tres muestras, indicando la sospecha clínica.
  • Se puede almacenar a 4ºC hasta por 24 horas.

Orina
  • Higiene de la región genital con agua y jabón (evitar el uso de alcohol, ya que provoca dolor e irritación local), separando los labios o retrayendo el prepucio.
  • Deseche el primer chorro de orina.
  • Utilice un frasco estéril y de boca ancha.
  • En el caso de un paciente con sonda:
    • Desinfectar previamente la conexión con alcohol al 70%.
    • Luego aspire con una jeringa de 1 a 10 mL.
  • Se puede almacenar hasta 24 horas a 4ºC.
  • Importante: No envíe orina de 24 horas para realizar cultivo.

Esputo
  • Recoger por la mañana después de la higiene bucal con agua (sin pasta de dientes).
  • Indique al paciente que inhale profundamente y provoque tos.
  • Si es necesario, considere la inducción mediante nebulización con solución salina al 3%.
  • Informar si el paciente esta neutropénico o usa antibióticos.

Secreción de las vías respiratorias inferiores

Para cultivo (cuantitativo): Recoja 1 ml o más en un recipiente estéril.

Para tamizaje: No hay volumen mínimo de secreción.

No se recomienda el almacenamiento.


Punta de catéter vascular

  • Limpiar la piel con SF y alcohol al 70%.
  • Retire el catéter con técnica aséptica.
  • Corte los 5 cm distales del catéter y colóquelos en un vial estéril seco.

[Ver – Rastreo de estafilococos (MRSA)]


Referencias bibliográficas

Stevens DL, Bisno AL, Chambers HF, et al. Practice guidelines for the diagnosis and management of skin and soft-tissue infections: 2014 update by the Infectious Diseases Society of America. Clin Infect Dis. 2014; 59(2):e10-52.

Runyon BA, Antillon MR, Akriviadis EA, et al. Bedside inoculation of blood culture bottles with ascitic fluid is superior to delayed inoculation in the detection of spontaneous bacterial peritonitis. J Clin Microbiol. 1990; 28:2811-2812.

O’Flaherty N, Crowley B. How to use central venous catheter tip cultures. Arch Dis Child Educ Pract Ed. 2015; 100:69-74.

Lee A, Mirrett S, Reller LB, et al. Detection of bloodstream infections in adults: how many blood cultures are needed?. J Clin Microbiol. 2007; 45(11):3546-3548.

Keri K, Lyman JA. Updated review of blood culture contamination. Clin Microbiol Rev. 2006; 19:788-802.

Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI). Principles and procedures for blood cultures; Approved guideline. CLSI document M47-A. Wayne, PA: Clinical and Laboratory Standards Institute, 2007.

Towns ML, Jarvis WR, Hsueh PR. Guidelines on blood cultures. J Microbiol Immunol Infect. 2010; 43:347-9.


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